Fluoreszenzmikroskopie & Zellbildgebung

Die Mikroskopie ist das Herzstück des Verständnisses von Gewebearchitektur, Zellstruktur und -dynamik sowie molekularer Funktion. Fluoreszenzmikroskopie wird routinemäßig verwendet, um räumliche und topologische Informationen über Zellen und Gewebe zu bestimmen. Ausgeklügelte mikroskopische Laser-Scanning-Instrumente, hochempfindliche Digitalkameras und spezialisierte Fluoreszenzsonden ermöglichen die Visualisierung von zellulären Ereignissen in Echtzeit bis auf molekularer Ebene.

Fluoreszenzmikroskop im Einsatz

Die gemeinsame Ressource für Fluoreszenzmikroskopie und Zellbildgebung fördert die Exzellenz der Krebsforschung durch die Bereitstellung modernster Instrumente und Software für quantitative, mehrskalige und multimodale Fluoreszenzbildgebung.

Förderung der Exzellenz in der Krebsforschung

Nuerons BildDie gemeinsame Ressource für Fluoreszenzmikroskopie und Zellbildgebung unterstützt Grundlagen- und Medizinforscher bei der Bildgebung von Proben und der Veröffentlichung hochkarätiger Artikel, die:

  • Aufklärung von Zell- und molekularen Mechanismen von Krebs, immunologischen, infektiösen, metabolischen, neurologischen und vaskulären Erkrankungen
  • Bewerten Sie die therapeutische Wirksamkeit in Zellen und Patientenproben
  • Testen Sie neue Nanotechnologien in zellbasierten Assays
  • Veränderungen der Gewebemorphologie und -pathologie quantitativ messen

Die gemeinsame Ressource für Fluoreszenzmikroskopie und Zellbildgebung bietet UNM-Forschern Zugang zu modernsten Instrumenten für Mehrfach-Fluoreszenz- und Durchlichtmikroskopie-Techniken:

  • Laserscanning-Einzel- und Mehrphotonenmikroskope und hyperspektrale Bildgebungssysteme ermöglichen die gleichzeitige Visualisierung und Quantifizierung histochemischer Färbungen und Fluoreszenzmarkierungen and
  • Anwendungen der Total Internal Reflection Fluorescence (TIRF), Single Particle Tracking (SPT) und Single Molecule Localization Microscopy (SMLM) zur Quantifizierung dynamischer Lebendzellereignisse und zur Erzielung einer Auflösung unterhalb der Beugungsgrenze von Licht
  • Die ratiometrische Bildgebung ermöglicht die Quantifizierung von Änderungen der Kalzium- und anderer Ionenkonzentrationen in Echtzeit als Reaktion auf Zellsignale 

Die gemeinsam genutzte Ressource für Fluoreszenzmikroskopie und Zellbildgebung verfügt über Ressourcenmitarbeiter, die Folgendes anbieten: Ermittler:

  • Fachberatung zur Versuchsplanung und Probenvorbereitung 
  • Schulung
  • Bildbearbeitung gegen Gebühr
  • Laufende Unterstützung

Diane Lidke, PhD; Fakultätsdirektor

Abteilung für Pathologie
2325 Camino de Salud, CRF203A
UNM Comprehensive Cancer Center
Albuquerque, New Mexico 87131
Telefon: (505) 272-8375

E-Mail an Dr. Diane Lidke

Michael Paffett, PhD; Technischer Direktor

2325 Camino de Salud, CRF201A
UNM Comprehensive Cancer Center
Albuquerque, New Mexico 87131
Telefon: 505-272-1437

E-Mail Dr. Paffett

Keith Lidke, PhD; Sonderberater

210 Yale Boulevard NE, 2218
Physik und Astronomie Interdisziplinäres Wissenschaftsgebäude
Albuquerque, New Mexico 87106
Telefon: (505) 277-2616

E-Mail Dr. Keith Lidke

Um die Nutzung dieser freigegebenen Ressource zu bestätigen, fügen Sie bitte Folgendes in Ihre Veröffentlichungen ein:

Diese Forschung wurde teilweise durch den UNM Comprehensive Cancer Center Support Grant NCI P30CA118100 unterstützt und nutzte die gemeinsame Ressource Fluoreszenzmikroskopie und Zellbildgebung.

Bitte senden Sie uns nach der Veröffentlichung einen Ihrer Nachdrucke oder Titelbilder für unsere Unterlagen zu.

Anzeigen / Instrumente

Ort: CRF219

System-Details

  • Kundenspezifisches Olympus IX83 inverses Mikroskop mit Asylum 3D XYZ Piezo-Scanningtisch
  • Excelitas Turbo multispektrale LED (Weitfeld) und Halogenlampe (Hellfeld)  
  • 10X/0.3NA, 20X/0.7NA und 100X/1.4NA Ölimmersionsobjektiv
  • Monochrom-CCD-Kamera Olympus XM10 
  • Asylum MFP Origin AFM-Kopf mit erweitertem Verfahrbereich für biologische Präparate
  • Asylum Research Software für AFM-Steuerungen
  • Olympus cellSens Software für Lichtmikroskopiesteuerungen
  • BioHeater für die Arbeit mit lebenden Zellen/Gewebe
  • Trainingssonden werden bereitgestellt, solange der Vorrat reicht!
  • AFM-kompatible Schalen: WillCo-Abdeckungsbodenkammern (Ted Pella Kat.-Nr. 14025-20) und BD Falcon (Nr. 351006) Polystyrol-Kulturschalen
  • Atomarisch flache Oberflächen (Glimmer oder HOPG) für hochauflösendes Scannen finden Sie unter Ted Pella.com – bitte fragen Sie nach Unterstützung

Mögliche Anwendungen

  • Wechselkontakt (AC)-Modus, auch bekannt als Tapping-Modus, für die Bildgebung im Nanometerbereich in trockenen oder nassen Präparationen
  • Kontaktmodus für mechanische Kraftmessungen (Elastizitätsmodul, Adhäsion, Eindruck und Kraftabbildung) in trockenen oder nassen Präparationen 

Ort: CRF216

Mikroskopdetails

  • Leica DMi8 inverses Mikroskop mit motorisiertem XY-Tisch
  • Halogen-Metalldampf-Fluoreszenzlampe & Halogen-Transmissionslampe
  • 10X, 20X Öl, 25X Wasser, 63X Wasser DIC & 63X Öl DIC Objektive
  • Laseranregung für PA-GFP, DAPI, CFP, YFP, FITC, Rhodamin und Cy5-ähnliche Fluorophore
  • Durchstimmbarer & gepulster Weißlichtlaser: 470 - 670 nm
  • Zwei zusätzliche Laser: 405 nm Laserdiode und ein Multi-Argon (458, 477, 488, 514 nm Linien)
  • Sechs Detektoren: 2 Hybrid-Spektraldetektoren* (HyD); 2 Spectral SMD** HyDs, 1 Standard Spectral PMT & 1 Transmission PMT (extern)
  • Galvo Z-Stufe
  • Resonanzscanner
  • Pico Harp 300 Modul für Fluoreszenzlebensdauermikroskopie (FLIM)
  • LASX-Erfassungssoftware
  • SymphoTime64 (PicoQuant) FLIM-Software
  • Huygens Dekonvolution-Software
  • Tokai Hit Stage Top Inkubator für Live Cell Imaging

* HyDs sind spezialisierte Detektoren, die GAsP-Photokathoden und Avalanche-Photodioden verwenden

**Einzelmolekül-Detektoren (SMD)

Mögliche Anwendungen

  • Fixierte Proben, montiert auf Standardobjektträger mit #1.5 Deckgläsern
  • Lebende Zellproben (LabTekII #1.5 Multi-Well oder 35 mm (#1.5) Deckelboden)
  • FLIM FRET (fest oder lebend)
  • FRET-Akzeptorbleiche (fixiert)
  • FRET-sensibilisierte Emission (Lebendzelle)
  • FRAP (Lebendzelle)
  • 3D-Akquisition (Z-Stacks) und Zeitraffer-Bildgebung
  • Multispektrale Entmischung
  • Großflächige, mehrdimensionale Kachelscans
  • Super Auflösung durch Bildrestaurationsverarbeitung (~130nm)

Ort: CRF226

Mikroskopdetails

  • Zeiss AxioObserver inverses Mikroskop mit XY-Motortisch
  • Halogen-Metalldampflampe und Halogen-Transmissionslampe
  • 10x, 20x, 40x Öl-, 63x Öl- und 63x Wasserimmersionsobjektive
  • DIC erhältlich mit 10x, 20x, 40x und 63x Objektiven
  • Laseranregung für PA-GFP, DAPI, CFP, YFP, FITC, Rhodamin und Cy5-ähnliche Fluorophore
  • Vier Festkörperlaser: 405 nm, 488 nm, 561 nm, 640 nm
  • Kanal- und Spektralerkennung – GaAsP PMT-Detektoren
  • Gleichzeitige Erkennung in 3 Kanälen im Kanalmodus verfügbar
  • Airyscan Array-Detektor für eine 1.7-fache Erhöhung der XY-Auflösung
  • Durchlichtdetektor
  • Lebendzell-Inkubationssystem: Temperatur-, Feuchtigkeits- und CO2-Kontrolle
  • Zen Blue Bilderfassungssoftware

Mögliche Anwendungen

  • Fixierte Proben, montiert auf Standardobjektträger mit #1.5 Deckgläsern
  • Lebende Zellproben (LabTekII #1.5 Multi-Well oder 35 mm (#1.5) Deckelboden)
  • FRET-Akzeptorbleiche (fixiert)
  • FRET-sensibilisierte Emission (Lebendzelle)
  • FRAP (Lebendzelle)
  • 3D-Akquisition (Z-Stacks) und Zeitraffer-Bildgebung
  • Multispektrale Entmischung
  • Großflächige, mehrdimensionale Kachelscans
  • Super Auflösung durch Bildrestaurationsverarbeitung (~130nm)

Ort: CRF226

Mikroskopdetails

  • Kundenspezifisches inverses Mikroskop Olympus IX83 mit motorisiertem ASI-XY-Tisch mit Piezo-Z-Einsatz.
  • Excelitas Turbo Multispektral-LED (Weitfeld) und Lumencor weiße LED (Hellfeld)  
  • 20x/0.8NA Öl, 60x/1.5NA Öl TIRF, 60x/1.2NA Wasser und 100x/1.4NA Öl Objektive
  • DIC-fähig für 60x- und 100x-Optiken.
  • Olympus Real Time Controller für zeitgenaue Kamera- und Anregungssynchronisation
  • 4 Laserlinien MITICO TIRF Strahler für unabhängige Eindringtiefen
  • 4 einzelne Laserlinien für TIRF: 405nm (100mW); 488 nm (100 mW); 561 nm (100 mW) und 640 nm (140 mW)
  • Direkte stochastische optische Rekonstruktionsmikroskopie (dSTORM), photoaktivierte Lokalisationsmikroskopie (PALM) und hoch geneigte laminare optische (HILO) Blätter möglich
  • Hamamatsu Fusion sCMOS-Kamera und Geminini W-View-Bildteiler für gleichzeitige 2-Farben-Live-Cell-Aufnahmen.
  • Zerstörungsfreier IR-ZDC2-Autofokus für extrem schnelle Einzelaufnahmen oder kontinuierliche Autofokusfunktionen auto 
  • BiopTechs Objektivheizer für kurzzeitige Lebendzellanwendungen
  • Olympus cellSens Dimension Bilderfassungssoftware

Mögliche Anwendungen

  • Fixierte Proben mit #1.5H Deckgläsern
  • Lebende Zellproben (LabTekII #1.5H Multi-Well oder 35 mm (#1.5H) Deckelboden)
  • 3D-Akquisition (Z-Stacks) und Zeitraffer-Bildgebung
  • Zu den spezifischen Anwendungen gehören die TIRF-Einzelmoleküldetektion in lebenden Zellen, HILO, 2D dSTORM oder PALM 
  • GPU-fähige Nachbearbeitung von Huygens Localizer

Kamerastandort: CRF218

Mikroskopdetails

  • Invertiertes Olympus IX-71 inverses Mikroskop
  • Quecksilber-Fluoreszenzlampe und Halogen-Transmissionslampe
  • Monochromator – 350nm-670nm Anregungsbereich
  • Laser: 405nm, 488nm, 520nm und 642nm
  • 20x, 60x H2O, 100x Öl, 150x Öl TIRF-Objektive
  • Fluoreszenzfilter für Quantum Dots, DAPI, FITC und Rhod-ähnliche Fluorophore, Fura-2, Indo-1
  • Andor IQ Bilderfassungssoftware
  • Objektivheizung und Pathologiegeräte Inkubationssystem für lebende Zellen mit CO2, Hitze, Feuchtigkeit
  • XYZ-Motortisch
  • Andor iXon EM-CCD-Kamera
  • Opti-split (dual) Bildteiler

Mögliche Anwendungen

  • Feste Probe auf Objektträgern montiert
  • Live Cell Imaging mit Objektivwärmer
  • Einzelpartikelverfolgung
  • Totale interne Reflexionsfluoreszenz (TIRF)
  • Ratiometrische Bildgebung (Dual-Anregung/Single-Emission oder Single-Anregung-Dual-Emission)
  • Lebende Zellen in Kultur
  • Widefield Fluorescence – viele Fluorophore mit Monochromator möglich
  • Z-Stacks & Zeitreihen

Kamerastandort: CRF212

Mikroskopdetails 

  • Zeiss AxioObserver inverses Fluoreszenzmikroskop
  • Hamamatsu ORCA Flash4.0v2 sCMOS Monochromkamera (100fps bei voller Auflösung 2048x2048)
  • Halogen-Metalldampflampe und Halogen-Transmissionslampe
  • 10x, 20x, 63xDIC Oil und 100x Oil Objektive
  • Phasenkontrast für 10x und 20x Objektive
  • Fluoreszenzfiltersets umfassen: DAPI, FITC, Rhodamin/TRITC/Cy3, Texas Red & Cy5
  • DIC mit 63x Objektiven erhältlich
  • Objektivheizung (63x Wasserobjektiv) o Motorisiertes Objektivrevolver zum Z-Stapeln
  • Motorisierter XY-Tisch für Multipositions-Bildaufnahme (feste oder Live-Cell-Zeitrafferaufnahmen)
  • Bilderfassungssoftware SlideBook6

Mögliche Anwendungen 

  • Feste Probe auf Objektträgern montiert
  • Lebende Zellen in Deckglasschale/Erhitzen mit Objektivheizung
  • DIC (nicht-konfokal) mit 63x-Objektiven, kombiniert mit Fluoreszenz oder allein
  • Z-Stapel, Montage und Zeitreihen-Bildgebung

Befindet sich in CRF224 & CRF226

Software

  • Huygens Dekonvolution Scientific Volume Imaging (1)
  • DiaBuch (1)
  • Stereo-Ermittler (1)
  • Neurolucida (1)
  • LASX (Leica konfokal) (1)
  • IQTL (Typhoon-Scanner-Analyse) (1)
  • Zen (2)  
  • LSM510 (2)
  • Nuance Spectral Imaging-Software (2)

Analyseoptionen

  • Co-Lokalisierung
  • Entfaltung
  • Spektrale Entmischung
  • Intensitätsanalyse
  • Morphologische Analyse
  • 3D-Rendering
  • Objektzählung
  • Partikelverfolgung
  • Vorbereitung zur Veröffentlichung

Befindet sich in CRF214

Typhoon FLA 7000 ist ein schneller und vielseitiger Laserscanner für biomolekulare Bildgebungsanwendungen, einschließlich:

  • sensitive und quantitative Messungen von radioisotopen Markierungen
  • Chemifluoreszierende Western Blots
  • Einzelfluoreszenz (sichtbare Anregung)
  • Dokumentation kolorimetrischer Färbungen (z. B. Coomassie-Blau- und Silber-gefärbte Gele)

Befindet sich in CRF214

Li-Cor Odessey Fc ist ein Nahinfrarot-Scanner (680 nm & 740 nm) für biomolekulare Bildgebungsanwendungen, einschließlich:

  • sensitive und quantitative Messungen von chemilumineszenten Western Blots
  • Dokumentation kolorimetrischer Färbungen (z. B. Coomassie-Blau- und Silber-gefärbte Gele)

Mikroskopie-Services enthalten

  • Fachberatung zur Versuchsplanung und Probenvorbereitung
  • Benutzerschulung
  • Bedienergestützte Bildgebung und Erfassung vorläufiger Daten für Förderanträge
  • Jährlicher Tag der offenen Tür, um Benutzer über Updates zu neuen Instrumenten, Technologien und Anwendungen zu informieren
  • Mikroskopiekurs für Doktoranden und Fellows zu Optik und Instrumentenfunktionalitäten
  • Jährliche Workshops, die neue Benutzer praxisnah in der Probenvorbereitung schulen

FasLGFP Resting Acquisition_20201113_165
Total Internal Reflection Fluorescence (TIRF)-Mikroskopie der basalen FasL-GFP-Aktivitätsexpression in RBL-Zellen

Mikroskopie-Services und Preise

Zeiss AxioObserver – Hamamatsu ORCA Flash4.0v2 sCMOS Monochrom-Kamera: $7/Stunde

Leica TCS-SP8/FLIM: 55 USD/Stunde

Zeiss LSM800: 51 USD/Stunde

Olympus IX71 Einzelpartikel-Tracking-/Ratio-metrisches Mikroskop (Rm. 218): 25 $/Stunde

Olympus IX83 TIRF/dSTORM-Mikroskop (Rm. 226): 30 $/Stunde

Asylum Research AFM MFP3D BIO (Rm.219): 48 $/Stunde

Schulung aller Instrumente, Bildgebung mit Bediener und Analyseschulung: 150 $/Stunde

  • Konfokal (4 Stunden)
  • Advanced Wide Field (2-3 Stunden)
  • Rasterkraftmikroskopie (4-8 Stunden)
  • Basic Wide Field (0.5–1 Stunde)
  • Bildgebung mit Bediener- und Analyseschulung (projektabhängig)

Anlagenfinanzierung

Die gemeinsam genutzte Ressource für Fluoreszenzmikroskopie der University of New Mexico & Cancer Center erkennt die folgenden Mittel für den Kauf von Instrumenten oder die Unterstützung der Einrichtung seit ihrer Eröffnung im Jahr 1999 an.

Aktuelle Förderung

NCI 2P30 CA118100 (PI Willman, C.) „UNM Cancer Center Support Grant“ 9-25

NIGMS 5P50 GM085273 (PI Wilson, BS) „Zentrum für die räumlich-zeitliche Modellierung von Zellsignalisierungsnetzwerken (STMC)“ 08.-01

STMC P50GM085273: Finanzierungsunterstützung für Leica TCS-SP8 und Olympus iX71

Frühere Instrumentierungsfinanzierung

NCRR 1 S10 RR14668 (PI Wandinger-Ness, A.) „Ein Zeiss LSM510 Konfokales Mikroskop für die Gesundheitsforschung“ 04.- 01

NSF MCB9982161 (PI Wandinger-Ness, A.) „Rab7 and Accessory Protein Function in Late Endocytosis“ (Kauf einer Hamamatsu-Digitalkamera für Live-Cell-Imaging) 04.-01

NCRR S10 RR016918 (PI Wandinger-Ness, A.) „Zeiss Axiovert 200 for Live Cell Imaging Project“ 08-01

NCRR S10 RR19287 (PI Wandinger-Ness, A.) „META-Detektor und 405-nm-Laser“ 04.-01

NCRR 1S10RR025540 (PI Wandinger-Ness, A., co-I Lee, R.) „Ein konfokales Stereologie-Mikroskop für den Fluoreszenzmikroskopie-Kern der UNM“ ARRA 05-01

NSF DGE-0549500 (PI Osinski, M. co-I, Oliver Co-PI) „Nanotechnology for Cell Biology and Neuroscience“ (Kauf von Zubehör für Olympus IX71) 6.-15

Matthews Family Fund (PI Lee, R.) „Nuance Spectral Imaging System, Cri“ 01-01

NIDDK 3R301 DK050141 (PI Wandinger-Ness, A.) „Pathologic Mechanisms of Polycystic Kidney Disease“ Kauf von Zeiss Axio Observer für 510 META) ARRA Administrative Supplement 09.-30

NCRR P20 RR11830 (PI Oliver, J., co-PI Eaton, P.) „Enhancing multidisziplinärer Forschung in New Mexico“ 9 - 30

NCI R24 CA88339 (PI Sklar, L.) „Eine gemeinsame Ressource für die UNM-Krebsforschung“ 07.- 01

NCI P20 CA88807 (PI Willman, C.) „University of New Mexico Cancer Center Planning Grant“ 07-01

Intramurale Finanzierung 1999-heute: $437,266

Zentrum für Gesundheitswissenschaften der Universität von New Mexico

Krebszentrum der Universität von New Mexico

Medizinische Fakultät der Universität von New Mexico, Abteilung für Pathologie